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Sep 25, 2023

Medicamentos veterinarios sistémicos para el control de la chinche común, Cimex lectularius, en granjas avícolas.

Parasites & Vectors volumen 15, Número de artículo: 431 (2022) Cita este artículo 3829 Accesos 2 Citas 418 Detalles de Altmetric Metrics La chinche común, Cimex lectularius L., es una especie hematófaga

Parásitos y vectores volumen 15, número de artículo: 431 (2022) Citar este artículo

3829 Accesos

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418 altmétrico

Detalles de métricas

La chinche común, Cimex lectularius L., es un ectoparásito hematófago que fue una plaga común en las granjas avícolas durante la década de 1960. El diclorodifeniltricloroetano (DDT) y los organofosforados erradicaron la mayoría de las infestaciones, pero simultáneamente con su resurgimiento global como ectoparásitos humanos, las infestaciones de chinches han estado reapareciendo en las granjas avícolas. Aunque no se ha cuantificado el impacto de las chinches en la salud de los pollos, se espera que las picaduras frecuentes y la alimentación de sangre causen estrés, infecciones e incluso anemia en las aves. Las opciones para el control de las chinches son limitadas debido a la naturaleza sensible del entorno avícola, la cantidad limitada de productos etiquetados para el control de las chinches y la resistencia de las poblaciones de chinches a un amplio espectro de ingredientes activos. Los medicamentos veterinarios se utilizan comúnmente para controlar los endoparásitos y ectoparásitos en los animales. En este estudio, evaluamos los efectos de dos medicamentos veterinarios comunes sobre las chinches tratando al huésped con medicamentos antiparasitarios sistémicos.

Realizamos estudios de dosis-respuesta de ivermectina y fluralaner contra varias cepas de chinches utilizando un sistema de alimentación por membrana. Además, se administraron diferentes dosis de estos medicamentos a los pollos y se utilizaron dos métodos de administración (tratamiento tópico e ingestión) para evaluar la eficacia de la ivermectina y el fluralaner sobre la mortalidad de las chinches.

Utilizando un sistema de alimentación artificial, tanto la ivermectina como el fluralaner causaron una alta mortalidad en las chinches susceptibles a los insecticidas, y se descubrió que el fluralaner era eficaz contra las chinches resistentes a los piretroides y al fipronil. La ivermectina fue ineficaz en pollos, ya sea mediante tratamiento tópico o por ingestión, mientras que las chinches que se alimentaban de pollos que habían ingerido fluralaner sufrieron una alta mortalidad cuando se alimentaban de estos pollos hasta 28 días después del tratamiento.

Estos hallazgos sugieren que los fármacos ectoparásitos sistémicos tienen un gran potencial de uso práctico para controlar las infestaciones de chinches en granjas avícolas. Estos hallazgos también demuestran la eficacia del fluralaner (y potencialmente de otras isoxazolinas) como un nuevo y potente ingrediente activo para el control de las chinches.

La chinche común (Cimex lectularius L.) es un ectoparásito hematófago obligado que se alimenta de humanos. Sin embargo, las chinches parasitan de forma oportunista a otros animales, incluidos pájaros y murciélagos [1]. Ya en la década de 1940 se informaron infestaciones de chinches en granjas avícolas en América del Norte [2] y Europa [3]. En los EE.UU., las chinches fueron reportadas como plagas importantes en las aves de corral en 1985 [4].

Las chinches son insectos crípticos, nocturnos y sin alas que tienen una capacidad de dispersión limitada; por lo tanto, es probable que la introducción de chinches en las instalaciones avícolas esté mediada por humanos, ya sea a través de la cadena de suministro o por los trabajadores agrícolas [4]. Aunque los efectos de las chinches en la salud de las aves de corral no están bien estudiados, es razonable esperar, al igual que con otros ectoparásitos que se alimentan de sangre, que las infestaciones de chinches causen prurito, picoteo de plumas, inquietud, anemia, infecciones secundarias y una disminución general de la salud de las aves. y producción [5, 6].

Las infestaciones de chinches fueron erradicadas en gran medida de la industria avícola a finales de la década de 1940 con el uso de diclorodifeniltricloroetano (DDT) y organofosforados [3]. Hoy en día, los piretroides son la principal clase de insecticidas utilizados en la industria avícola para controlar las poblaciones de chinches, junto con algunos organofosforados, espinosinas y neonicotinoides. La resistencia a los piretroides está muy extendida en las poblaciones de chinches de todo el mundo [7], y la resistencia en el sitio objetivo (mutaciones de resistencia al derribo [kdr]) ha aumentado dramáticamente en las poblaciones de chinches en la última década [8]. Por lo tanto, se espera que se introduzcan chinches altamente resistentes en las granjas avícolas. La disponibilidad limitada de insecticidas y la resistencia a los insecticidas más utilizados parecen ser limitaciones importantes para el control de las chinches en las granjas avícolas. También están disponibles algunas formulaciones en polvo de insecticidas inorgánicos, pero su eficacia en el desafiante entorno avícola ha sido inconsistente [9].

La xenointoxicación, el tratamiento sistémico de los huéspedes para matar parásitos, se utiliza ampliamente en medicina humana [10, 11] y veterinaria para controlar endoparásitos (por ejemplo, patógenos transmitidos por mosquitos) y ectoparásitos como mosquitos, garrapatas, ácaros y pulgas [12]. Esta estrategia ha sido ampliamente aceptada para su uso en mascotas y animales de compañía. Los estudios que suplementaron la sangre con insecticidas en alimentadores artificiales basados ​​en membranas han demostrado una mortalidad considerable en la chinche común; Los ingredientes activos (IA) eficaces incluyen insecticidas convencionales, como abamectina y fipronil [13], y fármacos antiparasitarios, como ivermectina, moxidectina [14] y fluralaner [15]. La xenointoxicación in vivo también demostró ser eficaz en chinches alimentadas con ratones tratados con ivermectina [16] y conejos [17].

La ivermectina, introducida por primera vez como fármaco antiparasitario en 1981 [12, 18], se considera segura y eficaz y se utiliza habitualmente en seres humanos para controlar las infecciones parasitarias transmitidas por mosquitos (por ejemplo, la filariasis linfática), reducir la transmisión de la malaria y tratar la sarna. oncocercosis y miasis [19]. La amplia variedad de usos de la ivermectina y otras avermectinas incluye animales de compañía (perros y gatos) y ganado (bovinos, equinos, ovinos y porcinos) para controlar endoparásitos como el gusano del corazón y los ascárides y ectoparásitos, que incluyen ácaros, pulgas y garrapatas [19]. . Actualmente, hay formulaciones de ivermectina de venta con receta disponibles para su uso en aves de corral con períodos de abstinencia adecuados después del tratamiento [20].

Fluralaner es un fármaco relativamente nuevo. Se introdujo en 2014 como tratamiento contra pulgas para perros y en 2019 para gatos. Fluralaner pertenece a la clase de insecticidas de isoxazolinas que incluye solo compuestos parasiticidas. Varios estudios han evaluado la eficacia del fluralaner administrado a gallinas para controlar el ácaro rojo de las aves, Dermanyssus gallinae [21, 22], y el ácaro de las aves del norte, Ornithonyssus sylviarum [23]. En Europa, el fluralaner está aprobado para su uso en pollos para controlar los ácaros. Sin embargo, actualmente no existen formulaciones de fluralaner aprobadas para su uso en ninguna especie de aves de corral en los EE. UU.

El objetivo de este proyecto era evaluar medicamentos veterinarios sistémicos en pollos como una forma potencialmente eficaz de suprimir o incluso erradicar las infestaciones de chinches en las granjas avícolas. Con este fin, realizamos estudios de dosis-respuesta con ivermectina y fluralaner utilizando un sistema de alimentación de membrana en el que se podían dosificar sangre con concentraciones precisas de los IA. Luego hicimos la transición a bandadas de pollos y probamos la eficacia de estos medicamentos contra las chinches que se alimentaban de pollos tratados.

La cepa Harold Harlan (Harlan) de C. lectularius se recogió en Fort Dix, Nueva Jersey (EE. UU.) en 1973 y se mantuvo en un huésped humano hasta 2008. Entre 2008 y 2021, la cepa Harlan se mantuvo en nuestro laboratorio en sangre de conejo desfibrinada. , y desde 2021 con sangre humana. Desde su recolección, la población de Harlan no ha sido expuesta a insecticidas y, por lo tanto, se utilizó en este estudio como cepa de referencia susceptible a insecticidas. Se analizaron otras cinco cepas recolectadas más recientemente en el campo en los experimentos de alimentación dosis-respuesta in vitro. En todos los experimentos se utilizaron machos adultos jóvenes sanos. La salud de las chinches se evaluó mediante la forma de las antenas y las patas y la coordinación general de los insectos.

Se criaron colonias de chinches en frascos de plástico de 118 cm3 que contenían sustrato de papel de cartulina para refugio y se taparon con una red de plancton (BioQuip Products, Rancho Dominguez, CA, EE. UU.) para permitir la aireación y la alimentación. Las chinches se mantuvieron a 25 °C, 50 ± 5 % de humedad relativa y un fotoperíodo de 12:12 (luz:oscuridad) h, y se alimentaron semanalmente con sangre humana suministrada a través de un sistema de alimentación artificial. La Cruz Roja Estadounidense suministró sangre humana heparinizada (IRB n.° 00000288 y protocolo n.° 2018-026). El sistema de alimentación artificial fue modificado después de que Montes et al. [24] y Sierras y Schal [13]. Estaba ubicado en una instalación BSL-2 aprobada por la Universidad Estatal de Carolina del Norte (NCSU) (Autorización de uso biológico n.º 2020-09-836) y consistía en alimentadores de vidrio con camisa de agua fabricados a medida (Fig. 1a), cada uno con un interno. cámara de sangre dentro de una cámara de agua en circulación conectada a un baño de agua en circulación calentado para mantener la sangre cerca de la temperatura de la piel humana (aproximadamente 32 °C). Aunque cada cámara de sangre tenía una capacidad de 4 ml, utilizamos 2 ml, que fue suficiente para eliminar las burbujas de aire de la cámara de sangre. Se estiró cinta para injertos de plantas (AM Leonard Horticultural Tool and Supply Co., Piqua, OH, EE. UU.) a lo largo del fondo del comedero y sirvió para retener la sangre dentro de cada comedero y funcionar como una membrana a través de la cual las chinches podían alimentarse. Se conectaron varios alimentadores en serie al circulador de agua, lo que permitió alimentar varias colonias al mismo tiempo.

un sistema de alimentación artificial utilizado para alimentar a las chinches con sangre humana suplementada con insecticida. La sangre se colocó en la cámara interna de un alimentador de vidrio fabricado a medida, calentado con un baño de agua circulante y mantenido en su lugar mediante cinta de injerto de plantas. Las chinches se colocaron en viales de plástico PET que contenían cartón para proporcionar refugio y se taparon con una pantalla de plancton a través de la cual las chinches podían alimentarse. b – c Solo se retuvieron los individuos completamente congestionados (b, determinado visualmente), mientras que se descartaron los machos adultos parcialmente alimentados (c) y sin alimentar (d).

Se utilizó deltametrina (pureza del 98,9 %; Chem Services, West Chester, PA, EE. UU.) en un estudio de dosis-respuesta con la cepa Harlan para estimar la dosis (concentración) que mató al 99 % de la población (dosis letal del 99 % [LD99] ), que luego utilizamos como dosis de diagnóstico en las cepas recolectadas en el campo. Se colocaron chinches machos adultos, 4 días después de la alimentación, en placas de Petri de plástico (diámetro: 60 mm; Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) forradas con papel de filtro (Whatman No. 1; Millipore-Sigma, Allentown, PA). , EE.UU). Las chinches se anestesiaron brevemente (< 10 s) con CO2, se aplicó deltametrina (en acetona) tópicamente con un microaplicador manual (Hamilton Co., Reno, NV, EE. UU.) equipado con una jeringa de vidrio de 25 µl (Hamilton Co.) que entregó 0,5 µl de solución al tórax ventral de cada insecto. Usamos ocho dosis de entre 0 (control de acetona) y 10 ng y al menos 25 chinches machos adultos por dosis, para un total de aproximadamente 240 chinches. La mortalidad se evaluó cada 24 h durante 48 h tocando suavemente las chinches individuales con unas pinzas entomológicas de peso pluma, clasificándolas como vivas (movimiento de evitación coordinado) o muertas (sin respuesta o incapaces de enderezarse después de tocarlas con las pinzas).

En este estudio se utilizó una bandada de 30 gallinas Rhode Island Red (Gallus gallus domesticus; rango de peso corporal: 1,9 a 2,8 kg; peso promedio: 2,4 kg) con edades comprendidas entre 2 y 3 años. Las aves se mantuvieron bajo un fotoperiodo de 12:12 (luz:oscuridad) h y se alojaron como bandada en una instalación con clima controlado (15,6 m2) sobre un sustrato de viruta de madera. Las gallinas se obtuvieron de un criador privado y se alimentaron con una dieta de capas con un 18% de proteína y libre acceso al agua. La parvada fue monitoreada por veterinarios para garantizar una salud óptima basándose en exámenes físicos en serie, volúmenes de células empaquetadas en serie mediante tubo de microhematocrito y centrifugación, sólidos totales en serie mediante refractómetro y paneles bioquímicos en serie (VetScan Avian/Reptile Profile Plus; Abaxis Inc., Union City, California, Estados Unidos). Todos los procedimientos del estudio fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de NCSU (IACUC #21-152).

Para administrar cada IA ​​en sangre, se disolvieron fluralaner de grado técnico (≥ 98 %; Cayman Chemical, Ann Arbor, MI, EE. UU.) e ivermectina (≥ 98 %; Millipore-Sigma) en dimetilsulfóxido (DMSO) para preparar soluciones madre de 10 mg AI/ml DMSO, a partir del cual realizamos diluciones seriadas en DMSO hasta conseguir las concentraciones deseadas. Luego se añadió una alícuota de 2 µl de cada IA ​​en solución de DMSO a 1,998 ml de sangre (concentración final de DMSO al 0,1 % en sangre) justo antes de que comenzara el ensayo.

Se recolectaron semanalmente chinches machos adultos sanos de la colonia y se utilizaron 5 a 7 días después de la alimentación con sangre humana (Fig. 1d). Por lo tanto, aunque las chinches utilizadas en estos ensayos tenían edades desconocidas, generalmente aparecieron dentro de las 2 semanas posteriores a la aparición de adultos. Para cada réplica, se colocaron 10 machos en recipientes de plástico PET transparente de 20 ml que contenían inserciones de cartón para refugio y se taparon con una red de plancton para permitir la alimentación. A cada réplica de 10 machos se le dieron 15 minutos para alimentarse de sangre humana, y solo se retuvieron individuos completamente hinchados para estudios adicionales (Fig. 1b). Las chinches repletas se transfirieron a pocillos individuales de placas de cultivo celular de 24 pocillos (Corning Inc., Corning, NY, EE. UU.) que contenían un círculo de papel de filtro bien ajustado en el fondo de cada pocillo. La mortalidad se evaluó cada 24 h hasta 7 días después de la alimentación. Realizamos tres réplicas (n total = 30 chinches) para cada concentración de insecticida, así como dos grupos de control que consistían en sangre humana sola y sangre humana más DMSO al 0,1%, respectivamente. Se utilizaron chinches machos adultos de seis cepas únicas recolectadas en el campo.

Se colocaron chinches machos adultos de la cepa Harlan (15 insectos por réplica; Fig. 1d), 5 a 7 días después de alimentarse con sangre humana, en recipientes de plástico PET transparente de 20 ml. Cada pollo fue inmovilizado colocándolo suavemente en el regazo de uno de los investigadores y luego envolviéndolo en una toalla, según fuera necesario. La red de plancton del contenedor de chinches (Fig. 2b) se colocó suavemente en el área inguinal lateral del pollo y se permitió que las chinches se alimentaran durante 10 minutos (Fig. 2a). Al igual que en los ensayos in vitro, las chinches completamente hinchadas se transfirieron individualmente a cada pocillo de placas de cultivo celular de 24 pocillos y se mantuvieron en una incubadora en condiciones de cría. Cada pollo fue expuesto a una única réplica de chinches (máximo 15 chinches) por día, y se usaron lados alternos del ave en alimentaciones posteriores para evitar irritación innecesaria.

Alimentando a las gallinas con chinches. a Los pájaros fueron sostenidos en el regazo de un investigador. b Un frasco de plástico que contiene un refugio de cartón y hasta 15 chinches machos adultos. El cartón también sirvió como rampa que proporcionaba acceso a una pantalla de plancton a través de la cual las chinches podían alimentarse en la región inguinal lateral del ave. A cada grupo de chinches se le permitió 10 minutos para alimentarse.

Se seleccionaron al azar doce pollos de una bandada de 30 aves y se dividieron en grupos de control (n = 4) y de tratamiento (n = 8), respectivamente. Se administró ivermectina (solución estéril Ivermax al 1%; Aspen Veterinary Resources, Liberty, MO, EE. UU.) mediante inyección subcutánea en dos aves y la dosis se ajustó al peso de cada ave (0,2 mg/kg de masa corporal). Se administró la misma dosis de ivermectina (0,2 mg/kg) a seis aves mediante sonda oral utilizando una jeringa sin aguja. La dosis de 0,2 mg/kg se basó en Cirak et al. [25]. Los cuatro pollos restantes fueron asignados a un grupo de control que recibió alimentación forzada con agua. Cada pollo fue evaluado 4 veces antes y después del tratamiento de la siguiente manera: (i) antes del tratamiento de control (Pre-T1); (ii) 30 minutos después del tratamiento con ivermectina (0,5 h Post-T1); (iii) 2 días después del tratamiento (2 días Post-T1); y (iv) 7 días después del tratamiento (7 días Post-T1). La mortalidad de las chinches en cada réplica se evaluó cada 24 h hasta 7 días (168 h) después del tratamiento.

Se asignaron aleatoriamente veintiuna aves de una bandada de 30 aves a los grupos de control y tratamiento. En este experimento se incluyeron algunas aves utilizadas en los experimentos con ivermectina; estas aves se utilizaron al menos 1 mes después de completar el experimento con ivermectina. Dado que en los EE. UU. no hay ningún producto que contenga fluralaner etiquetado para su uso en aves de corral, utilizamos una formulación oral de fluralaner autorizada para su uso en perros domésticos (Bravecto®; Merck Animal Health, Rahway, Nueva Jersey, EE. UU.). Bravecto® se administró tópicamente a una dosis de 2,5 mg/kg en la cara lateral sin plumas del cuello de cada pollo. Utilizamos dos dosis para la administración oral de Bravecto®: (i) en el experimento 1, se administraron una vez 2,5 mg/kg de masa corporal, lo que representa el tratamiento de dosis alta; (ii) y en el experimento 2, se administraron 0,5 mg/kg al inicio (día 0; tratamiento 1 [T1]) y nuevamente 7 días después (día 7; tratamiento 2 [T2]), lo que representa el tratamiento de dosis más baja. La dosis alta se basó en Prohaczik et al. [26], mientras que el régimen de dosis más baja representaba un protocolo aprobado por las autoridades reguladoras de Australia y la Unión Europea para el uso de un producto que contiene fluralaner en pollos (Exzolt®; MSD Animal Health, Munich, Alemania) [27]. Las dosis objetivo de fluralaner se obtuvieron pesando porciones de tabletas Bravecto®, según correspondiera para cada ave pesada. Los pollos que recibieron la dosis alta (2,5 mg/kg, experimento 1) fueron evaluados 7 veces, de la siguiente manera: (i) antes del tratamiento de control (Pre-T1); (ii) 30 minutos después de la administración de fluralaner (0,5 h Post-T1); (iii) 2 días (2 días Post-T1); (iv) 7 días (7 días Post-T1); (v) 14 días (14 días Post-T1); (vi) 21 días (21 días Post-T1); y (vii) 28 días después del tratamiento inicial (28 días después de T1). Las aves que recibieron la dosis más baja de fluralaner (0,5 mg/kg, experimento 2) fueron evaluadas 2 veces adicionales (9 veces en total), incluidos 30 minutos después de la administración de la segunda dosis el día 7 (7 días Post-T1 = 0,5 h Post-T2) y 2 días después (9 días Post-T1 = 2 días Post-T2). La mortalidad de las chinches en cada grupo se evaluó cada 24 h durante los 7 días posteriores a la alimentación con sangre.

Las LC50, LC90 y LC99 de fluralaner (dosis letales 50%, 90%, 99%, respectivamente) para cada población de chinches se determinaron mediante un análisis de mortalidad probit de dosis logarítmicas basado en una plantilla de hoja de cálculo [28]. Los valores coincidieron con los resultados del análisis en PoloPlus (LeOra Software, Petaluma, CA, EE. UU.). Se utilizó la corrección de Abbott [29] para corregir la mortalidad de control, según fuera necesario. La curva dosis-respuesta de fluralaner de cada población de chinches se comparó con la de la población de chinches Harlan susceptible a los insecticidas. Asimismo, se utilizó un análisis de mortalidad probit de dosis logarítmicas de chinches de cama de la cepa Harlan para obtener una estimación del valor de LD99 para deltametrina. Esta dosis se utilizó como dosis de diagnóstico en las cinco cepas recolectadas en el campo. La toxicidad in vitro de fluralaner para cada población se comparó con la de la población de Harlan susceptible a los insecticidas utilizando una relación de resistencia (RR), calculada como: (CL50 de la población recolectada en el campo)/(CL50 de la población de Harlan). Utilizamos la prueba de significación del ratio de dosis letal: se calcularon los límites de confianza del 95% del RR, y si este intervalo de confianza (IC) no incluía el valor de 1,0, entonces el RR en la LC50 se consideró significativo [30]. . Los efectos de los tratamientos con ivermectina y fluralaner en las chinches Harlan que se alimentaban de las aves tratadas se determinaron a lo largo del tiempo utilizando un modelo lineal mixto con medidas repetidas (basado en la probabilidad máxima restringida [REML]) y la prueba de diferencia honestamente significativa (HSD) de Tukey [31]. . Las medias se presentan con el error estándar de la media. Las diferencias entre los dos tratamientos de dosis de fluralaner in vivo en cada momento posterior al tratamiento se detectaron mediante la prueba t de Student [31].

Se aplicó deltametrina tópicamente a las chinches de la cepa Harlan y se realizó un análisis probit de su respuesta-dosis logarítmica. La LD50 y LD90 fueron 1,4 y 4,0 ng/hombre, respectivamente (Tabla 1). La LD99 estimada fue de 11,8 ng de deltametrina, y esta dosis se utilizó como dosis de diagnóstico que se aplicó tópicamente a las chinches macho de las cinco poblaciones recolectadas en el campo. Encontramos una mortalidad baja en todas las cepas de chinches recolectadas en el campo, incluida la cepa WS que recolectamos en 2008 (Tabla 2), lo que indica una alta resistencia a la deltametrina.

Se realizó un análisis comparativo de dosis-respuesta utilizando fluralaner e ivermectina de grado técnico, cada uno disuelto en DMSO y agregado a sangre humana, utilizando un sistema de alimentación artificial. En este estudio a lo largo del tiempo evaluamos la mortalidad diaria de las chinches susceptibles a los insecticidas (referencia) alimentadas con diversas concentraciones de fluralaner e ivermectina. La relación entre la mortalidad acumulada, la concentración de fluralaner en sangre y el tiempo transcurrido desde que las chinches se alimentaron (rango: 0 a 7 días) se muestra en la Fig. 3a. Con base en los resultados de este análisis, decidimos evaluar la mortalidad 7 días después de que las chinches se alimentaran con sangre humana medicada. Los resultados de los experimentos de alimentación in vitro se muestran en la Tabla 2 y la Fig. 3b. El valor LC50 de fluralaner, probado en machos adultos de chinches Harlan sensibles a los insecticidas, fue de 15,3 ng/ml en sangre (IC del 95 %: 11,7, 19,8 ng), y el valor LC90 estimado fue de 38,6 ng/ml en sangre. Realizamos un estudio de dosis-respuesta similar utilizando ivermectina de grado técnico y chinches machos adultos de la cepa Harlan. El valor de LC50 fue de 61,0 ng/ml (IC del 95 %: 52,7, 69,9 ng) y el valor de LC90 estimado fue de 114,9 ng/ml de sangre (Tabla 2; Fig. 3b).

Curvas dosis-respuesta in vitro para chinches. a Representación tridimensional de dosis-respuesta y evolución temporal de la mortalidad de chinches machos adultos HA susceptibles a insecticidas alimentados con sangre humana suplementada con fluralaner. Las chinches completamente alimentadas fueron monitoreadas durante 7 días. b Curvas logarítmicas de dosis-respuesta de fluralaner e ivermectina in vitro para chinches de cama machos adultos HA. Fluralaner e ivermectina se disolvieron por separado en DMSO y se mezclaron con sangre humana para obtener diversas concentraciones de insecticidas en DMSO al 0,1% en sangre. Sangre y Sangre + DMSO representan los tratamientos de control: no hubo mortalidad en las chinches de control. Se informa mortalidad a los 7 días después de la ingestión de sangre de pollo por chinches. Se realizaron al menos tres réplicas de 10 chinches machos adultos por réplica por concentración. Las estimaciones de LC50 se basaron en análisis probit. DMSO, dimetilsulfóxido; HA, cepa de chinches Harlan; LD50, dosis letal que mató al 50% de las chinches

Los valores de CL50 de fluralaner de las cinco cepas de chinches recolectadas en el campo oscilaron entre 18,0 y 23,2 ng/ml de sangre (Tabla 2; Fig. 4); estos valores no difirieron significativamente de los de las chinches de la cepa Harlan según la superposición de sus respectivos IC del 95 %. Aunque se encontró cierta resistencia significativa a los insecticidas cuando se compararon las chinches de Fuller Mill, Winston Salem y Shanda con las de la población susceptible a los insecticidas Harlan, los bajos índices de resistencia (basados ​​en valores de DL50) de 1,2 a 1,5 indican una resistencia mínima o nula a los insecticidas. fluralaner. Además, las pendientes relativamente pronunciadas de todas las curvas dosis-respuesta en todas las cepas de chinches son indicativas de poblaciones homogéneas en sus respuestas a la ingestión de fluralaner. No se encontró evidencia de correlación alguna entre la mortalidad causada por deltametrina y el RR de fluralaner en las cinco cepas (coeficiente de correlación de rango de Spearman [rs] = 0,2294, P = 0,7105; n = 5). No evaluamos el efecto de la ivermectina en las cepas recolectadas en el campo porque la administración de ivermectina a los pollos fue ineficaz para matar las chinches (ver la siguiente sección).

Curvas logarítmicas de dosis-respuesta de fluralaner in vitro para chinches macho de seis poblaciones, incluidas cinco cepas recolectadas en el campo y la cepa de referencia susceptible a insecticidas (HA). Se disolvió fluralaner en DMSO. Consulte la Tabla 2 para conocer las abreviaturas de las cepas de chinches.

Con la dosis de ivermectina administrada a los pollos (0,2 mg/kg), los tratamientos mediante inyección no produjeron ninguna mortalidad en las chinches que se alimentaban de los pollos medicados. Sin embargo, cuando se administró la misma dosis de ivermectina mediante sonda oral, el 5 ± 2,4% (rango: 0–14%; n = 6 pollos) de las chinches que se alimentaron completamente (5–11 de 15 chinches por repetición) en sangre de pollo 2 días después de que los pollos fueron tratados murieron. Aunque esta baja mortalidad fue significativamente mayor (P < 0,05) que la del valor inicial (día 0, antes de que se administrara ivermectina a los pollos), debido a que ninguna de las chinches que se alimentaron de pollos tratados con ivermectina 7 días después del tratamiento murió, se realizaron estudios adicionales con Se suspendió la ivermectina.

Se realizaron dos experimentos con el objetivo de evaluar la eficacia de fluralaner en pollos contra las chinches (Fig. 5). Para cada experimento, desarrollamos un curso temporal de la mortalidad (días 0 a 28) y monitoreamos las chinches diariamente durante 7 días después de que se alimentaron completamente de sangre de pollo (Fig. 6). El análisis cuantitativo se basó en el porcentaje de mortalidad acumulada el día 7, momento en el cual ambos grupos de tratamiento de chinches mostraron una alta mortalidad y las chinches de control que se habían alimentado completamente de pollos no tratados mostraron una baja mortalidad general (< 1,3%) (Fig. 6a, b).

Ensayos in vivo con pollos tratados con fluralaner mediante sonda oral. a Experimento 1: pollos tratados con 2,5 mg/kg de masa corporal el día 0. b Experimento 2: Pollos tratados con 0,5 mg/kg de masa corporal el día 0 y nuevamente el día 7. Cada experimento estuvo compuesto por 6 aves. Se alimentó a un máximo de 15 chinches en cada ave en cada momento, por lo que cada momento estuvo representado por 78 a 87 chinches (de un máximo de 90 chinches) que se alimentaron hasta saciarse. Se llevó a cabo un modelo lineal mixto (basado en máxima verosimilitud restringida) dentro de cada experimento, seguido de la prueba de diferencia honestamente significativa de Tukey para separar medias (representada en diagramas de caja por X). Las medias con diferentes letras minúsculas (gráficos de caja superiores) son significativamente diferentes en P <0,05. T1, Tratamiento 1

Representación tridimensional de los ensayos in vivo que se muestran en la Fig. 5. Además de la mortalidad acumulada el día 7 después del tratamiento inicial (que se muestra en la Fig. 5), el curso temporal de la mortalidad de las chinches de cama de la cepa HA se muestra en días. 1 a 7 después de que se alimentaron de aves tratadas. a Experimento 1: pollos tratados con 2,5 mg/kg de masa corporal el día 0. b Experimento 2: pollos tratados con 0,5 mg/kg de masa corporal el día 0 y nuevamente el día 7. Cada experimento incluyó 6 aves. En cada momento, se alimentó a un máximo de 15 chinches en cada ave, por lo que cada momento estuvo representado por 78 a 87 chinches (de un máximo de 90 chinches) que se alimentaron hasta saciarse.

En el experimento 1 (2,5 mg de fluralaner/kg), el 96,3 ± 2,6 % (rango: 84,6–100 %; n = 6 pollos) de las chinches que se alimentaron completamente (5–11 de 15 chinches por repetición) con sangre de pollo 0,5 h murió después del tratamiento con sonda (Fig. 5a). La mortalidad fue significativamente mayor en todos los momentos posteriores al tratamiento con fluralaner (0,5 h a 28 días) que antes del tratamiento el día 0 (1,3 ± 1,3%) (modelo lineal mixto, F = 14,2281, gl = 8, P < 0,0001; HSD de Tukey) . La mortalidad media alcanzó su punto máximo el día 7 (100%) y se mantuvo > 97% hasta el día 14. Hubo una mayor variación y una disminución general en la mortalidad de chinches a los 21 días (66,8 ± 22,9%, rango: 0–100%) y 28 días (60,5 ± 19,6%, rango: 0–100%) después del tratamiento con fluralaner. Cabe señalar que el día 21, analizamos sólo cuatro de los seis pollos debido a limitaciones técnicas. Sin embargo, no hubo diferencias significativas en la mortalidad de chinches en todos los momentos posteriores al tratamiento con fluralaner (P > 0,05) (Fig. 5a). En la Fig. 6a se muestra una representación gráfica del curso temporal de la mortalidad de las chinches antes y después de que los pollos fueran alimentados con fluralaner (días 0 a 28) y antes y después de que las chinches se alimentaran completamente con sangre de pollo (días 0 a 7).

En el Experimento 2, seis pollos de la misma parvada que en el experimento 1 fueron tratados mediante alimentación forzada con 0,5 mg de fluralaner/kg el día 0 y nuevamente el día 7. El patrón general de mortalidad de chinches fue similar al del experimento 1 (Fig. 5b). La mortalidad fue significativamente mayor en todos los momentos posteriores a la alimentación forzada que en el día 0 (0% de mortalidad antes de la administración de la alimentación forzada) (modelo lineal mixto, F = 38,8355, gl = 8, P < 0,0001; HSD de Tukey). Sin embargo, las chinches alimentadas con pollos 0,5 h después del primer tratamiento tuvieron una mortalidad menor (72,5 ± 13,7%, P = 0,0296; n = 6 pollos; HSD de Tukey) que la mortalidad media de chinches 2 días después del tratamiento (100%); También hubo una mayor variación entre las seis réplicas (rango: 7,7–100%) 0,5 h después del primer tratamiento. La mortalidad por chinches se mantuvo > 95% hasta 21 días después del tratamiento y no hubo diferencias significativas en la mortalidad entre los días 2 y 21 (HSD de Tukey, P > 0,05). Sin embargo, para el día 28, la mortalidad media disminuyó significativamente a 69,5 ± 8,1% (P <0,05) y observamos una mayor variación entre las réplicas (rango: 38,5–92,9%) (Figs. 5b, 6b). Cabe señalar nuevamente que en este experimento, se administró un segundo tratamiento por sonda forzada con 0,5 mg de fluralaner/kg el día 7; En la Fig. 6b se muestra una representación gráfica del curso temporal de la mortalidad de las chinches antes y después de que los pollos fueran alimentados con fluralaner (días 0 a 28) y antes y después de que las chinches se alimentaran completamente con sangre de pollo (días 0 a 7).

Los resultados de los experimentos 1 y 2, por día, se compararon después del primer tratamiento por alimentación forzada. No hubo diferencias significativas entre los resultados del experimento 1 y los del experimento 2 en ningún momento después del tratamiento inicial (pruebas t, rango de valores de P: de 0,1199 el día 2 a 0,6792 el día 28). Es importante señalar, sin embargo, que al finalizar ambos experimentos el día 28, la variación en la mortalidad de chinches entre las réplicas fue mayor en el experimento 1 (dosis alta administrada una vez; rango: 0–100%) que en el experimento 2 (rango : 38,5–92,9%).

Este es el primer estudio que explora el uso sistémico de medicamentos veterinarios (xenointoxicación) para controlar las chinches como ectoparásitos de los pollos. A diferencia de los organismos que se alimentan de sangre holometábolos (por ejemplo, los mosquitos), todas las etapas de desarrollo de las chinches deben obtener sangre de un huésped para desarrollarse y reproducirse. Además, tanto los machos como las hembras de las chinches dependen obligatoriamente de la alimentación con sangre, a diferencia de los mosquitos machos que se alimentan de néctar y no de sangre. La hematofagia en todas las etapas móviles de las chinches hace que los medicamentos antiparasitarios sistémicos sean especialmente apropiados para su consideración en el control de las chinches.

En el presente estudio, la CL50 para las chinches fue de 61,0 ng/ml, similar a la informada con sangre de ratón heparinizada suplementada con ivermectina [32]. Por lo tanto, una concentración en sangre > 61,0 ng/ml, mantenida durante varios días, sería deseable para la supresión eficaz y, en última instancia, la eliminación de las chinches en las instalaciones avícolas. Sin embargo, múltiples bioensayos con chinches y estudios farmacocinéticos en pollos sugieren que la ivermectina no alcanza esta concentración objetivo en sangre. Por ejemplo, la administración de ivermectina a gallinas ponedoras por vía oral, a 0,2 mg/kg, dio como resultado que la ivermectina alcanzara rápidamente una concentración máxima (Cmax) de sólo 10,2 ng/ml a las 3,4 h después del tratamiento, seguida de una rápida disminución, con una vida media de eliminación de sólo 0,23 días [25]. Se informaron resultados similares después de la administración de ivermectina a pollos de engorde a razón de 0,4 mg/kg en agua de bebida durante dos días consecutivos, y nuevamente 14 días después; aunque la ivermectina alcanzó concentraciones plasmáticas máximas de 145,5 a 182,7 ng/ml entre 30 y 60 minutos después del tratamiento, disminuyó rápidamente a niveles indetectables entre 12 y 24 horas después del tratamiento [33]. Cuando se inyectó ivermectina por vía intravenosa a 0,2 mg/kg de masa corporal, la Cmax alcanzó 316,0 ng/ml 6 h después, pero cayó por debajo de la concentración objetivo para las chinches en < 1 día [25]. Finalmente, en una evaluación reciente de los efectos de las gallinas de traspatio tratadas con ivermectina sobre los mosquitos Culex, los pollos fueron alimentados con alimento suplementado con ivermectina durante 72 días consecutivos (200 mg de ivermectina/kg de alimento y 0,151 kg de alimento/pollo al día) [34], lo que representa una dosis muy alta de 30,2 mg de ivermectina por pollo al día. Sin embargo, las concentraciones plasmáticas en los pollos tratados promediaron sólo 33,1 (rango: < 5–155,2) ng/ml, alcanzaron su punto máximo al principio del estudio (54,9 ng/ml el día 11) y disminuyeron a concentraciones mucho más bajas durante los 72 días. -estudio de larga duración (20,6 ng/ml el día 70) [34]. En general, estos estudios muestran consistentemente una baja biodisponibilidad de la ivermectina en la sangre de pollo, probablemente debido a la rápida desintoxicación y eliminación de la sangre y posiblemente a otros rasgos, como una alta tasa metabólica [25]. Por lo tanto, a pesar de los efectos subletales de la ivermectina sobre las chinches (morbilidad, incluida una menor fecundidad, dificultad para alimentarse y mudas incompletas) [35], concluimos provisionalmente que los tratamientos con ivermectina podrían no ser efectivos para la eliminación de las chinches de las granjas avícolas infestadas.

Fluralaner es una isoxazolina (IRAC grupo 30) que ha sido ampliamente probada como insecticida sistémico contra insectos ectoparásitos, garrapatas y ácaros, principalmente en perros y gatos, pero también en ganado, zoológicos y animales salvajes. Bravecto® (que contiene fluralaner racémico) está indicado para perros y gatos y, debido a su larga vida media de eliminación, se administra cada 3 meses [36]. Esta propiedad única del fluralaner contrasta con la ivermectina y nos llevó a examinar sus efectos sobre las chinches. Sin embargo, debido a que no hay productos que contengan fluralaner etiquetados para su uso en pollos en los EE. UU., utilizamos Bravecto® pero experimentalmente seguimos las instrucciones de dosificación de Exzolt®, un producto que contiene fluralaner racémico aprobado en Australia y la Unión Europea para controlar los ectoparásitos de las aves de corral. , como el ácaro rojo de las aves de corral y el ácaro de las aves del norte [27]. La formulación acuosa al 1% de este producto está diseñada como un tratamiento de agua potable que se administra dos veces a una dosis de 0,5 mg/kg, con 7 días de diferencia, y proporciona hasta 3 meses de control eficaz de los ácaros [27, 37]. La alta eficacia de este enfoque para controlar los ácaros en las aves de corral [22] y sus insignificantes efectos sobre la salud, así como la alta seguridad para las aves [26], hacen que el fluralaner sea particularmente atractivo para realizar pruebas con chinches.

Primero realizamos un estudio de dosis-respuesta con chinches susceptibles a insecticidas que se alimentaban de sangre humana suplementada con fluralaner utilizando un sistema de alimentación artificial basado en membranas. Nuestros resultados mostraron valores de CL50 y CL90 de 15,3 y 38,6 ng de fluralaner/ml de sangre, respectivamente. En un estudio previo con chinches alimentadas con sangre de oveja suplementada con fluralaner, se observaron altos niveles de incapacitación de chinches, definida como muerte o inmovilidad, en varias etapas de la vida con ≥ 100 ng de fluralaner/ml de sangre [15].

A continuación, realizamos un experimento de prueba de principio con una única dosis alta de Bravecto® (2,5 mg/kg) y luego un segundo experimento, ajustando la dosis de Bravecto® para que coincidiera con la dosis de la etiqueta de Exzolt® (0,5 mg/kg, administrado dos veces, con 7 días de diferencia). Es importante señalar, sin embargo, que en todos estos experimentos fluralaner se administró por vía oral (por sonda) en forma de tableta utilizando porciones pesadas de tabletas de Bravecto®, mientras que Exzolt® se administra en agua potable. En ambos experimentos, una sola ingesta de sangre en pollos medicados resultó en una alta mortalidad de chinches incluso 28 días después de que los pollos fueron tratados con fluralaner.

Nuestros resultados sugieren que los tratamientos con Bravecto® podrían ser sustancialmente menos efectivos que los esperados con los tratamientos con Exzolt®. En un estudio farmacocinético que involucró la administración oral de Exzolt® a gallinas ponedoras (0,5 mg/kg, administrado dos veces, con 7 días de diferencia), se alcanzaron concentraciones plasmáticas elevadas, con una Cmax de 323,7 ng/ml a las 36 h después del primer tratamiento y 355,1 ng/ml a las 12 h después del segundo tratamiento el día 7 [27]. Dada una vida media de eliminación del fluralaner en plasma de pollo de aproximadamente 5 días [27], se espera que la concentración de este fármaco en sangre disminuya a aproximadamente 44 ng/ml 22 días después de la primera administración de fluralaner, que todavía está por encima del concentración necesaria para matar el 90% de las chinches. Por lo tanto, se esperaría que las altas concentraciones plasmáticas de fluralaner obtenidas en estudios previos con Exzolt® mataran el 100% de las chinches durante al menos los primeros 14 días después del tratamiento inicial. Del mismo modo, en un estudio anterior, los tratamientos de gallinas con una formulación líquida de fluralaner mataron el 100% del ácaro rojo de las aves de corral hasta los primeros 15 días después del tratamiento [21], y dieron como resultado una reducción de hasta el 93% de la población de ácaros incluso 70 días después del tratamiento [38]. Estas altas tasas de mortalidad y control, junto con la CL50 de los ácaros de aproximadamente 125 ng/ml de sangre [37, 39], sugieren nuevamente que Exzolt® administra altas concentraciones plasmáticas de fluralaner. La LC50 mucho más baja de las chinches que de los ácaros rojos de las aves de corral predeciría una eficacia mucho mayor del fluralaner en las chinches que en los ácaros. Estos supuestos deben comprobarse empíricamente con tratamientos in vivo con Exzolt® y estudios farmacocinéticos.

Todas las cepas de chinches recolectadas en el campo que probamos mostraron una alta resistencia a la deltametrina, un piretroide comúnmente utilizado para controlar las infestaciones de chinches. Sin embargo, las chinches de estas cepas eran muy susceptibles al fluralaner. La alta eficacia del fluralaner sobre las chinches resistentes a los piretroides es particularmente importante en la industria avícola porque la mayoría de los productos etiquetados para controlar las poblaciones de chinches en el entorno agrícola contienen insecticidas piretroides. Nuestros hallazgos son consistentes con los resultados que muestran un mayor rendimiento del fluralaner que deltametrin contra una amplia gama de plagas de artrópodos, incluyendo Stomoxys calcitrans (mosca del establo), Rhipicephalus sanguineus (garrapata marrón del perro), larvas de Aedes aegypti (mosquito de la fiebre amarilla) y Lucilia cuprina ( moscarda ovina australiana) [40].

Fluralaner, una isoxazolina (IRAC clase 30), tiene actividad insecticida y acaricida y un modo de acción dual como inhibidor de los canales de cloruro dependientes del ácido gamma-aminobutírico (GABACl) y de los canales de cloruro regulados por L-glutamato (GluCl) [40] . El fipronil, un fenilpirazol (IRAC clase 2B), también ataca estos canales y se usa comúnmente para controlar plagas de insectos domésticos. La resistencia a los insecticidas al fipronil implica desintoxicación metabólica e insensibilidad al sitio objetivo asociada con una mutación específica en el gen Rdl que resulta en la sustitución del aminoácido A302S; esta sustitución también confiere una alta resistencia al dieldrín, un ciclodieno (IRAC clase 2A) [40]. En un estudio anterior, las mismas cepas de chinches recolectadas en el campo utilizadas en el presente estudio exhibieron una resistencia variable, pero alta, al fipronil (de 4,4 a > 492 veces) [41]. Sin embargo, ninguna de estas chinches tenía la mutación en el gen Rdl asociado con la resistencia al fipronil y al dieldrín. Además, Gassel et al. [40] demostraron que la eficacia del fluralaner no se ve afectada por la resistencia al dieldrín y al fipronil en la pulga del gato, las garrapatas y la mosca de la fruta, lo que indica una falta de resistencia cruzada debido a que el fluralaner se dirige a un sitio de los canales GABACl distinto del sitio al que apuntan los ciclodienos y el fipronil. Estos hallazgos sugieren que no es probable que la resistencia cruzada al fipronil y al dieldrín interfiera con la eficacia del fluralaner sobre las chinches en granjas avícolas. Sin embargo, la consideración del fluralaner para el control de chinches debe proceder con precaución porque las poblaciones de chinches pueden estar experimentando selección con fluralaner y afoxalaner a través de la exposición continua a perros y gatos medicados con Bravecto® y NexGard®.

Ante todo, es importante reiterar que en los EE. UU. no existen productos que contengan fluralaner etiquetados para su uso en pollos. Por lo tanto, utilizamos porciones pesadas de Bravecto®, etiquetadas para su uso en perros, y seguimos experimentalmente las instrucciones de dosificación de Exzolt®, un producto que contiene fluralaner aprobado en Australia y la Unión Europea para su uso en pollos. Este uso de Bravecto® fuera de la etiqueta está permitido de acuerdo con la Ley de Aclaración y Uso de Medicamentos Medicinales para Animales, siempre que no haya residuos de medicamentos que infrinjan la norma [42]. Nuestro uso de Bravecto® en gallinas fue estrictamente experimental y no pretende tolerar su uso en parvadas comerciales.

Utilizamos sólo chinches machos adultos. Las preocupaciones de bioseguridad relacionadas con el transporte de chinches entre dos laboratorios separados por 3,5 km impidieron el uso de ninfas y hembras adultas. Aunque estudios previos con alimentadores artificiales a base de membranas no mostraron diferencias importantes entre las diferentes etapas de la vida de las chinches [13], los estudios de seguimiento deberían incluir ninfas y hembras. Además, probamos sólo cinco cepas recolectadas en el campo en el este de EE. UU. Es necesario muestrear muchas más poblaciones de chinches recolectadas en el campo para determinar si nuestros resultados son ampliamente aplicables en los EE. UU. y en todo el mundo.

Finalmente, nuestro estudio se realizó en ambientes de laboratorio controlados. Los tratamientos farmacológicos, las tasas metabólicas, el comportamiento de las chinches y las tasas de eliminación de los medicamentos seguramente variarán en las condiciones de campo. Por lo tanto, se justifican estudios con bandadas de pollos comerciales en condiciones de campo.

Este es el primer informe sobre una nueva estrategia de gestión para controlar las infestaciones de chinches en granjas avícolas. La administración de comprimidos de fluralaner mediante sonda oral, a una dosis de 0,5 mg/kg de peso corporal del pollo, repetida 7 días después del primer tratamiento, fue muy eficaz para matar las chinches durante los primeros 28 días después del tratamiento. Según sus parámetros farmacocinéticos en pollos, se espera que una dosis similar de fluralaner en el agua potable sea aún más eficaz contra las chinches. Una combinación de seguimiento, educación, tratamientos térmicos y xenointoxicación podría ser la clave para erradicar las chinches de las granjas avícolas infestadas.

Los conjuntos de datos que respaldan los resultados están disponibles en CS ([email protected]) previa solicitud razonable.

Ingrediente activo

Intervalo de confianza

Concentración plasmática máxima

Dimetilsulfóxido

Concentración letal que mató al 50% de la población

Concentración letal que mató al 90% de la población

Concentración letal que mató al 99% de la población

Resistente al dieldrín

Relación de resistencia

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Agradecemos a Jay Levine, Wes Watson y Michael Waldvogel por sus comentarios sobre un borrador inicial de este manuscrito.

La financiación para este estudio fue proporcionada por Blanton J. Whitmire Endowment de la Universidad Estatal de Carolina del Norte y subvenciones del programa de Hogares Saludables del Departamento de Vivienda y Desarrollo Urbano de EE. UU. (NCHHU0053-19) y la Fundación Nacional de Ciencias de EE. UU. (DEB-1754190). María A. González-Morales recibió una beca del Departamento de Ciencias de la Defensa, Matemáticas e Investigación para la Transformación (SMART) y premios de becas de la Junta Educativa Regional del Sur (SREB), la Asociación de Manejo de Plagas de Carolina del Norte, Pi Chi Omega y Carolina del Norte. Escuela de Graduados de la Universidad Estatal. Cualquier opinión, hallazgo, conclusión o recomendación expresada en este material pertenece a los autores y no refleja necesariamente la posición o la política del gobierno de los EE. UU. y no se debe inferir ningún respaldo oficial.

Departamento de Entomología y Fitopatología, Universidad Estatal de Carolina del Norte, Raleigh, Carolina del Norte, EE. UU.

Maria A. González-Morales, Ahmed Haija, Richard G. Santangelo & Coby Schal

Departamento de Ciencias Clínicas, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad Estatal de Carolina del Norte, Raleigh, Carolina del Norte, EE. UU.

Andrea E. Thomson y Olivia A. Petritz

Departamento de Salud de la Población y Patobiología, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad Estatal de Carolina del Norte, Raleigh, Carolina del Norte, EE. UU.

Rocio Crespo

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MG-M, OAP, RC y CS concibieron y diseñaron los experimentos. MG-M, AET, AH y RGS realizaron los experimentos. MG-M y CS analizaron los datos. MG-M y CS escribieron el manuscrito. MG-M, AET, OAP, RC y CS revisaron el manuscrito. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Coby Schal.

Las chinches se alimentaron con sangre humana heparinizada suministrada por la Cruz Roja Estadounidense (IRB n.° 00000288 y protocolo n.° 2018-026). El sistema de alimentación artificial estaba alojado en una instalación BSL-2 aprobada por la Universidad Estatal de Carolina del Norte (Autorización de uso biológico n.º 2020-09-836). Todos los procedimientos del estudio que involucraron pollos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Carolina del Norte (IACUC #21-152).

No aplica.

Los autores declaran que no tienen intereses en competencia.

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Reimpresiones y permisos

González-Morales, MA, Thomson, AE, Petritz, OA et al. Medicamentos veterinarios sistémicos para el control de la chinche común, Cimex lectularius, en granjas avícolas. Vectores de parásitos 15, 431 (2022). https://doi.org/10.1186/s13071-022-05555-6

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Recibido: 07 de septiembre de 2022

Aceptado: 24 de octubre de 2022

Publicado: 17 de noviembre de 2022

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-022-05555-6

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